Технології суспензійного культивування в біореакторі штаму Chlamydophila abortus на культурі клітин McCoy
Анотація
Метою дослідження було вивчення культурального методу діагностики Chlamydophila abortus. Для цього на базі ТОО Науково-виробничого підприємства «Антиген» проводилася лабораторна діагностика патологічного матеріалу з ферми, де, ґрунтуючись на даних анамнезу, даних виникнення подібної епізоотичної картини за останні два роки, огляду та діагностичних маніпуляцій (клінічні симптоми, дані розтину, епізоотологічний анамнез), було поставлено попередній діагноз «Ензоотичний аборт овець, спричинений Chlamydophila abortus». Для підтвердження цього діагнозу було відібрано проби з органів плодів, що абортувалися, тампони з вагінальним вмістом. Тести на фіксацію комплементу хламідійним антигеном виявилися позитивними у 7 (23 %) із 30 тварин, які були обстежені. Для виділення патогена використовувалася технологія суспензійного культивування в біореакторі штаму Chlamydophila abortus на культурі клітин McCoy. Ізольований патологічний матеріал вирощували в культурі клітин Маккоя, які суспендували в біореакторі в поживному середовище Ігла в модифікації Дульбекко (DMEM) з 10 % фетальною бичачою сироваткою та антибіотиками в концентрації 2×105 клітини/мл. Підтвердженням успішного результату культивування був імуноферментний аналіз. Імуноферментний аналіз підтвердив наявність патогена в 60,9 % випадків. Було отримано 25 зразків, які отримали позитивний результат. Таким чином точність культурального методу діагностики виявилася вищою майже в 3 рази порівняно із серологічним методом діагностики. Серологічне дослідження виявило 23 % наявності Chlamydophila abortus у пробах, а культуральний метод діагностики виявив 60,9%. На жаль, на практиці використання культурального методу діагностики пов›язане з розтягнутим у часі результатом, що є недоліком цього способу діагностики порівняно з використанням полімеразної ланцюгової реакції
Ключові слова
лабораторна діагностика; дрібна рогата худоба; ензоотичний аборт овець; внутрішньоклітинний паразитизм; культуральний метод діагностики; імуноферментний аналіз
[1] Adesiyun, A.A., Knobel, D.L., Thompson, P.N., Wenzel, J., Kolo, F.B., Kolo, A.O., Conan, A., & Simpson, G.J. (2020). Sero-epidemiological study of selected zoonotic and abortifacient pathogens in cattle at a wildlife-livestock interface in South Africa. Vector Borne and Zoonotic Diseases, 20(4), 258-267. doi: 10.1089/vbz.2019.2519.
[2] Akter, R., El-Hage, K.M., Sansom, F.M., Carrick, J., Devlin, J.M., & Legione, A.R. (2021). Metagenomic investigation of potential abortigenic pathogens in foetal tissues from Australian horses. BMC Genomics, 22(1), article number 713. doi: 10.1186/s12864-021-08010-5.
[3] Al-Ahmed, T.A., & Salman, S.S. (2020). Seroprevalence of enzootic abortion and border disease in small ruminants in Al-Basra province, Iraq. Plant Archives, 20(2), 2722-2727.
[4] Alzuguren, O., Domínguez, L., Chacón, G., Benito, A.A., & Mencía-Ares, O. (2023). Infectious abortions in small domestic ruminants in the Iberian Peninsula: Optimisation of sampling procedures for molecular diagnostics. Frontiers in Veterinary Science, 10, article number 1152289. doi: 10.3389/fvets.2023.1152289.
[5] Bommana, S., & Polkinghorne, A. (2019). Mini review: Antimicrobial control of Chlamydial infections in animals: Current practices and issues. Frontiers in Microbiology, 10, article number 113. doi: 10.3389/fmicb.2019.00113.
[6] Braun, C., Alcázar-Román, A.R., Laska, A., Mölleken, K., Fleig, U., & Hegemann, J.H. (2019). CPn0572, the C. pneumoniae ortholog of TarP, reorganizes the actin cytoskeleton via a newly identified F-actin binding domain and recruitment of vinculin. PloS One, 14(1), article number e0210403. doi: 10.1371/journal.pone.0210403.
[7] Büyük, F., Özgen, E.K., Karakurt, E., Coşkun, M.R., Büyük, E., Özmen, M., Dağ, S., Çelik, E., Gülmez Sağlam, A., Karadeniz Pütür, E., Ulucan, M., Nuhoğlu, H., & Şahin, M. (2020). Accomplished management of chlamydophila abortus-induced enzootic sheep abortions: The case of Şavşat (Turkey). Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 26(6), 777-785. doi: 10.9775/kvfd.2020.24380.
[8] Campbell, L.A., & Hahn, D. (2020). Chlamydia pneumoniae infections. In M. Tan, J.H. Hegemann & C. Sütterlin (Eds.), Chlamydia biology: From genome to disease (pp. 31-58). London: Caister Academic Press. doi: 10.21775/9781912530281.02.
[9] Cheok, Y.Y., Lee, C.Y., Cheong, H.C., Looi, C.Y., & Wong, W.F. (2020). Chronic inflammatory diseases at secondary sites ensuing urogenital or pulmonary chlamydia infections. Microorganisms, 8(1), article number 127. doi: 10.3390/microorganisms8010127.
[10] Cheong, H.K., Lee, K.Y., Cheok, Y.Y., Tan, G.M., Looi, K.Y., & Wong, W.F. (2019). Chlamydiaceae: Diseases in primary hosts and zoonosis. Microorganisms, 7(5), article number 146. doi: 10.3390/microorganisms7050146.
[11] Cingolani, J., McCauley, M., Lobley, A., Bryer, A.J., Wesolowski, J., Greco, D.L., Lokareddy, R.K., Ronzone, E., Perilla, J.R., & Pomet, F. (2019). Structural basis for homotypic fusion of chlamydial inclusion bodies by the SNARE-like protein IncA. Nature Communications, 10, article number 2747. doi: 10.1038/s41467-019-10806-9.
[12] Cross, A.R., Baldwin, V.M., Roy, S., Essex-Lopresti, A.E., Prior, J.L., & Harmer, N.J. (2019). Zoonoses under our noses. Microbes and Infection, 21(1), 10-19. doi: 10.1016/j.micinf.2018.06.001.
[13] Esmaeili, H., Bolourchi M., Mokhber-Dezfouli, M.R., Khaltabadi Farahani, R., & Teimourpour, A. (2021). Detection of Chlamydia abortus and risk factors for infection in small ruminants in Iran. Small Ruminant Research, 197, article number 106339. doi: 10.1016/j.smallrumres.2021.106339.
[14] European Commission. (2019). Bovine and swine diseases. Retrieved from https://food.ec.europa.eu/system/ files/2020-12/la_annual-situation_2019.pdf.
[15] Fayez, M., Elmoslemany, A., Alorabi, M., Alkafafy, M., Qasim, I., Al-Marri, T., & Elsohaby, I. (2021). Seroprevalence and risk factors associated with Chlamydia abortus infection in sheep and goats in Eastern Saudi Arabia. Pathogens, 10(4), article number 489. doi: 10.3390/pathogens10040489.
[16] Filardo, S., Di Pietro, M., & Sessa, R. (2022). Better in vitro tools for exploring chlamydia trachomatis pathogenesis. Life (Basel, Switzerland), 12(7), article number 1065. doi: 10.3390/life12071065.
[17] Gojam, A., & Tulu, D. (2020). Infectious causes of abortion and its associated risk factor in sheep and goat in Ethiopia. International Journal of Veterinary Science & Technology, 4(1), 7-12.
[18] Gu, W., Deng, X., Lee, M., Sucu, Y.D., Arevalo, S., Stryke, D., Federman, S., Gopez, A., Reyes, K., Zorn, K., Sample, H., Yu, G., Ishpuniani, G., Briggs, B., Chow, E.D., Berger, A., Wilson, M.R., Wang, C., Hsu, E., Miller, S., DeRisi, J.L., & Chiu, C.Y. (2021). Rapid pathogen detection by metagenomic next-generation sequencing of infected body fluids. Nature Medicine, 27(1), 115-124. doi: 10.1038/s41591-020-1105-z.
[19] Hahn, D.L. (2021). Chlamydia pneumoniae and chronic asthma: An updated systematic review and populationbased risk meta-analysis. PLoS One, 16(4), article number e0250034. doi: 10.1371/journal.pone.0250034.
[20] Imkamp, F., Albini, S., Karbach, M., Kimmich, N., Spinelli, C., Herren, S., Sprecher, R., Meier, K., & Borel, N. (2022). Zoonotic Chlamydiae as rare causes of severe pneumonia. Swiss Medical Weekly, 152, article number w30102. doi: 10.4414/smw.2022.w30102.
[21] Kirimbayeva, Z., Abutalip, A., Mussayeva, A., Kuzembekova, G., & Yegorova, N. (2023). Epizootological monitoring of some bacterial infectious diseases of animals on the territory of the Republic of Kazakhstan. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases, 102, article number 102061. doi: 10.1016/j. cimid.2023.102061.
[22] Komar, A., Kozerecka, O., Besarab, O., & Galkin, A. (2019). Development and validation of a highly informative immuno-enzymatic analysis for the determination of free prostat-specific antigen. Innovative Biosystems and Bioengineering, 3(4), 220-231. doi: 10.20535/ibb.2019.3.4.185877.
[23] Kvapil, P., Račnik, J., Kastelic, M., Marková, J., Murat, J.B., Kobédová, K., Pittermannová, P., Budíková, M., Sedlák, K., & Bártová, E. (2021). Biosurveillance of selected pathogens with zoonotic potential in a zoo. Pathogens (Basel, Switzerland), 10(4), article number 428. doi: 10.3390/pathogens10040428.
[24] Longbottom, D., Livingstone, M., Ribecca, P., Beckman, D., van der Ende, A., Pannekoek, J., & Vanrompuy, D. (2021). Whole genome de novo sequencing and comparative genomic analyses suggests that Chlamydia psittaci strain 84/2334 should be reclassified as Chlamydia abortus species. BMC Genomics, 22(1), article number 159. doi: 10.1186/s12864-021-07477-6.
[25] Mussayeva, A., Yegorova, N., Namet, A., Kozhabayev, M., & Syrym, N. (2023). Salmonella sheep abortion: Distribution, diagnosis, and control measures. Journal of Applied Animal Welfare Science. doi: 10.1080/10888705.2023.2214272.
[26] Mussayeva, A., Yegorova, N., Yerishov, M., Dossanova, A., Suchshikh, V., Namet, A., Siyabekov, S., Nussupova, S., Yespembetov, B., & Syrym, N. (2021). Molecular-biological properties of the attenuated strain of salmonella abortus-equi E-841, used in the creation of a vaccine against abortion of mares. American Journal of Animal and Veterinary Sciences, 16(2), 144-150. doi: 10.3844/ajavsp.2021.144.150.
[27] Nogarol, C., Marchino, M., Scala, S., Belvedere, M., Renna, G., Vitale, N., & Mandola, M.L. (2024). Seroprevalence and risk factors associated with chlamydia abortus infection in sheep and goats in North-Western Italy. Animals, 14(2), article number 291. doi: 10.3390/ani14020291.
[28] Nyzhnyk, B., Valchuk, O., Kataieva, T., Dreval, D., & Derkach, I. (2024). Common causes of abortion in cows. Scientific Reports of the National University of Life and Environmental Sciences of Ukraine, 20(1), 1-18. doi: 10.31548/ dopovidi.1(107).2024.020.
[29] Origlia, J.A., Cadario, M.E., Frutos, M.S., Lopez, N.F., Corva, S., Unzaga, M.F., Piscopo, M.V., Cuffini, C., & Petruccelli, M.A. (2019). Detection and molecular characterization of Chlamydia psittaci and Chlamydia abortus in psittacine pet birds in Buenos Aires province, Argentina. Revista Argentina de Microbiología, 51(2), 130-135. doi: 10.1016/j.ram.2018.04.003.
[30] Özgür, K. (2022). Molecular and histopathologic investigation of Pestivirus, Chlamydophila abortus and Listeria monocytogenes infections in aborted sheep foetuses. Journal of the Hellenic Veterinary Medical Society, 73(1), 3889-3896. doi: 10.12681/jhvms.26289.
[31] Rennick, J.J., Johnston, A.P., & Parton, R.G. (2021). Key principles and methods for studying the endocytosis of biological and nanoparticle therapeutics. Nature Nanotechnology, 16, 266-276. doi: 10.1038/s41565-02100858-8.
[32] Şevik, M. (2023). Border disease virus and chlamydophila abortus co-infection in aborted sheep foetuses. Journal of the Hellenic Veterinary Medical Society, 74(3), 5961-5964. doi: 10.12681/jhvms.30570.
[33] Tyrunskiy, V., Bogdanova, N., & Lyutskanov, P. (2023). Protective properties of the fleece of Taurian ewesof the Askanian fine fleece breed depending on the breeding differentiation rank. Animal Science and Food Technology, 14(2), 76-88. doi: 10.31548/animal.2.2023.76.
[34] Verzhykhovsky, O., & Nedosekov, V. (2024). Key aspects of biosafety in modern animal husbandry. Ukrainian Journal of Veterinary Sciences, 15(3), 41-54. doi: 10.31548/veterinary3.2024.41.
[35] Zhang, X., Yang, Q., Lang, Y., Jiang, X., & Wu, P. (2020). Rationale of 3,3’,5,5’-tetramethylbenzidine as the chromogenic substrate in colorimetric analysis. Analytical Chemistry, 92(18), 12400-12406. doi: 10.1021/acs. analchem.0c02149.