Вплив поживних середовищ на фізіологічні показники мікроклонів винограду
Анотація
Успішне приживання мікроклонів винограду в неконтрольованих умовах довкілля (in vivo) залежить від рівня стійкості, який формується ще на етапі їх пасажування і росту in vitro. Важливу роль при цьому відіграють показники водного режиму вегетативної маси. Метою роботи було ознайомлення з результатами визначення водозатримуючої здатності, інтенсивності транспірації мікроклонів винограду in vitro та встановлення частки їх впливу на адаптаційний потенціал in vivo. У роботі використовували біотехнологічні, лабораторні, вегетаційні та математично-статистичні методи досліджень. Отримані результати показали, що для оптимізації фізіологічних процесів у тканинах листків та пагонів мікроклонів винограду, підвищення їх приживлюваності в умовах in vivo доцільним є їх культивування in vitro на структурованих поживних середовищах (МС + агроперліт, МС + вермікуліт, МС + агроперліт + вермікуліт) із вмістом фітогормонів ІОК – 0,2 мг/л, і 6-БАП – 0,3 мг/л. Структуровані поживні середовища сприяли підвищенню водозатримуючої здатності та зниженню інтенсивності транспірації тканин листків і пагонів мікроклонів як технічних, так і підщепних сортів. Протягом 60 хв. досліджень у мікроклонів технічних сортів випаровувалось від 0,006 г до 0,034 г води, у мікроклонів підщепних сортів – відповідно від 0,003 г до 0,053 г. Інтенсивність транспірації (через 10 хв.) зменшувалась в 1,7-1,8 рази. На контрольному поживному середовищі Мурасіге-Скуга за відповідний проміжок часу рослини випаровували більшу кількість води: від 0,006 г до 0,079 г (технічні сорти) та від 0,008 г до 0,086 г (підщепні сорти); інтенсивність транспірації була вищою. Після культивування мікроклонів винограду на структурованих поживних середовищах вони характеризувалися більшим вмістом сухих речовин у тканинах листків і пагонів (14,6-15,0 %) та кращими показниками приживлюваності в умовах in vivo (76,3-98,5 %, при 58,5-65,2 % у контролі). Достовірність отриманих результатів підтверджено результатами багатофакторного дисперсійного аналізу. Отримані результати розширюють уявлення про динамічні зміни показників водного режиму вегетативної маси мікроклонів винограду in vitro, їх вплив на приживлюваність рослин в умовах in vivo
Ключові слова
in vitro; водозатримуюча здатність; інтенсивність транспірації; приживлюваність; фітогормони; біологічно активні препарати; мінеральні субстрати
[1] Al-Khateeb, S.A., Al-Khateeb, A.A., Sattar, M.N., & Mohmand, A.S. (2020). Induced in vitro adaptation for salt tolerance in date palm (Phoenix dactylifera L.) cultivar Khalas. Biological Research, 53, article number 37. doi: 10.1186/s40659-020-00305-3.
[2] Bag, N., Palni, L., & Nandi, Sh. (2019). An efficient method for acclimatization: In vitro hardening of tissue cultureraised tea plants (Camellia sinensis (L.) O. Kuntze). Current Science, 117(2), article number 288. doi: 10.18520/cs/ v117/i2/288-293.
[3] Bareera, N., Humera, R., & Tahir, M.Н.N. (2019). Development of best screening method at seedling stage under drought stress for Brassica napus L. Big Data In Agriculture, 1(1), 11-14. doi: 10.26480/bda.01.2019.11.14.
[4] Chen, B., Fiers, M., Dekkers, B., Maas, L., Esse, G.W., Angenent, G.C., Zhao, Y., & Boutilier, K. (2021). ABA signalling promotes cell totipotency in the shoot apex of germinating embryos. Journal of Experimental Botany, 72(18), 6418-6436. doi: 10.1093/jxb/erab306.
[5] Choi, K.Y., Shawon, Md.R.A., Kim, J.K., Yoon, Y.J., Park, S.J., & Na, J.K. (2022). Effect of white LED light on the growth of apple seedlings in controlled environment system. Horticulturae, 8(8), article number 692. doi: 10.3390/ horticulturae8080692.
[6] Cioć, M., Kalisz, A., Żupnik, M., & Pawłowska, B. (2019). Different LED light intensities and 6-benzyladenine concentrations in relation to shoot development, leaf architecture, and photosynthetic pigments of Gerbera jamesonii Bolus in vitro. Agronomy, 9(7), article number 358. doi: 10.3390/agronomy9070358.
[7] Coelho, N., Filipe, A., Medronho, B., Magalhães, S., Vitorino, C., Alves, L., Gonçalves, S., & Romano, A. (2021). Rheological and microstructural features of plant culture media doped with biopolymers: Influence on the growth and physiological responses of in vitro-grown shoots of Thymus lotocephalus. Polysaccharides, 2(2), 538553. doi: 10.3390/polysaccharides2020032.
[8] Ergasheva, F.Sh., Abdurasulova, М.А., Usmanov, M.R., Goipova, S.А., & Abdurashitov, S.S. (2022). Dynamics of transpiration process in transplanting into the ground the pomegranate (Punica granatum L.) seedlings grown under in vitro conditions. International Journal of Agriculture, Environment and Bioresearch, 7(01), 130-140. doi: 10.35410/IJAEB.2022.5705.
[9] Gao, H., Xu, D., Zhang, H., Cheng, X., & Yang, Q. (2020). Effects of culture medium composition and PEG on hyperhydricity in Dendrobium officinale. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 56, 143-149. doi: 10.1007/s11627-020-10075-y.
[10] Grünhofer, P., Herzig, L., Sent, S., Zeisler-Diehl, V.V., & Schreiber, L. (2021). Increased cuticular wax deposition does not change residual foliar transpiration. Plant Cell Environ, 45, 1157-1171. doi: 10.1111/pce.14274.
[11] Grytsak, L.R., & Drobyk, N.M. (2020). Modern technologies of increasing the tolerance of in vitro cultured plants to ex vitro conditions. Factors of Experimental Evolution of Organisms, 26, 183-189. doi: 10.7124/FEEO.v26.1347.
[12] Gupta, A., Rico-Medina, A., & Caño-Delgado, A.I. (2020). The physiology of plant responses to drought. Science, 368(6488), 266-269. doi: 10.1126/science.aaz7614.
[13] Hannachi, S., Werbrouck, S., Bahrini, I., Abdelgadir, A., & Affan-Siddiqui, H. (2021). Аgronomical, physiological and biochemical characterization of in vitro selected eggplant somaclonal variants under NaСl stress. Plants, 10(11), article number 2544. doi: 10.3390/plants10112544.
[14] Hernández-Pérez, C.A., Gómez-Merino, F.C., Spinoso-Castillo, J.L., & Bello-Bello, J.J. (2021). In vitro screening of sugarcane cultivars (Saccharum spp. Hybrids) for tolerance to polyethylene glycol-induced water stress. Agronomy, 11(3), article number 598. doi: 10.3390/agronomy11030598.
[15] Hoang, N.N., Kitaya, Y., Shibuya, T., & Endo, R. (2020). Effects of supporting materials in in vitro acclimatization stage on ex vitro growth of wasabi plants. Scientia Horticulturae, 261, article number 109042. doi: 10.1016/j. scienta.2019.109042.
[16] Khalid, H., Kumari, M., & Nasim, M. (2021). Drought tolerance studies in in vitro grown Camelina sativa (L.) Crantz by exogenous application of polyethylene glycol. International Journal of Advanced Research in Biological Sciences, 8(5), 80-90. doi: 10.22192/ijarbs.2021.08.05.010.
[17] Kovalikova, Z., Jiroutov, P., Toman, J., Dobrovolna, D., & Drbohlavova, L. (2020). Physiological responses of apple and cherry in vitro culture under different levels of drought stress. Agronomy, 10(11), article number 1689. doi: 10.3390/agronomy10111689.
[18] Leite, M.S., Pinto, T.E.F., Centofante, A.R., Neto, A.R., Silva, F.G., Selari, P.J.R.G., & Martins, P.F. (2021). Acclimatization of Pouteria gardeneriana Radlk micropropagated plantlets: Role of in vitro rooting and plant growth–promoting bacteria. Current Plant Biology, 27, article number 100209. doi: 10.1016/j.cpb.2021.100209.
[19] Manokari, M., Badhepuri, M.K., Ray, M.C., Dey, A., Faisal, M., Alatar, A., Alok, A., Jogam, P., & Shekhawat, M. (2023). Seismic stress-mediated improvements in morphometry, foliar anatomy and biochemistry of in vitro grown plants of Gardenia jasminoides J. Ellis. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology, 1-13. doi: 10.1080/14620316.2023.2179548.
[20] Martínez-Santos, E., Cruz-Cruz, C.A., Spinoso-Castillo, J.L. & Bello-Bello, J.J. (2021). In vitro response of vanilla (Vanilla planifolia Jacks. ex Andrews) to PEG-induced osmotic stress. Scientific Reports, 11, article number 22611. doi: 10.1038/s41598-021-02207-0.
[21] Okello, D., Yang, S., Komakech, R., Rahmat, E., Chung, Y., Gang, R., Kim, Y-G., Omujal, F., & Kang, Y. (2021). An in vitro Propagation of Aspilia africana (Pers.) C. D. Adams, and evaluation of its anatomy and physiology of acclimatized plants. Frontiers in Plant Science, 12, article number 704896. doi: 10.3389/fpls.2021.704896.
[22] Putnik-Delić, M.I., Danicic, M.M., Vujanov, T.M., & Kastori, R.R. (2019). Effect of low NaCl concentrations on the water relations of rapeseed. Matica Srpska Journal of Natural Sciences – Novi Sad, 137, 67-75. doi: 10.2298/ zmspn1937067p.
[23] Riabovol, L.O., & Riabovol, Ya.S. (2019). Microclonal propagation of plant material. In Methodological recommendations to laboratory studies for students on subject “Fundamentals of Biotechnology in Plant Production”. Uman: Uman National University of Horticulture.
[24] Sherer, V.O., & Zelenianska, N.M. (2011). Features of the grape plant and methods for evaluating the performance of organs and tissues: Scientific and methodical manual. Odesa: National Scientific Centre “V.Ye. Tairov Institute of Viticulture and Winemaking”.
[25] Sota, V., Themeli, S., Zekaj, Zh., & Kongjika, E. (2019). Exogenous cytokinins application induces changes in stomatal and glandular trichomes parameters in rosemary plants regenerated in vitro. Journal of Microbiology, Biotechnology and Food Sciences, 9(1), 25-28. doi: 10.15414/jmbfs.2019.9.1.25-28.
[26] Vujović, T., Jevremović, D., Marjanović, T., & Glišić, I. (2020). In vitro propagation and medium-term conservation of autochthonous plum cultivar “Crvena Ranka”. Acta Agricultura Serbica, 25(50), 141-147. doi: 10.5937/ AASer2050141V.
[27] Zelenianska, N.M., & Samofalov, M.O. (2022, June). Method of increase survival of grape microclones in the conditions in vivo. In Modern problems of biology in the conditions of climate change:Matherials of the All-Ukrainian internet-conference. Uman: Uman National University of Horticulture. doi: 10.32848/agrar.innov.2022.11.3