Особливості адаптації рослин міжвидового гібриду Betula ex vitro
Анотація
Мікроклональне розмноження як один із методів біотехнології дозволяє одержати генетично однорідні рослини упродовж року з мінімальної кількості донорного матеріалу. Адаптація рослин ex vitro до умов довкілля − заключний і важливий етап мікроклонального розмноження. Мета дослідження – визначення оптимального режиму адаптації рослин триплоїдного міжвидового гібриду Betula ex vitro до умов довкілля. Для досліджень використовували біотехнологічні (мікроклональне розмноження) та статистичні (середнє арифметичне, стандартна похибка, однофакторний дисперсійний аналіз (ANOVA)) методи. Дослідження здійснено у науково-дослідній лабораторії біотехнології рослин Відокремленого підрозділу Національного університету біоресурсів і природокористування України «Боярська лісова дослідна станція» упродовж 2019- 2023 р. За дослідженнями живильне середовище MS з додаванням 0,25 мг∙л-1 кінетину стимулювало активну проліферацію мікропагону і кореневої системи. На живильному середовищі відбувся оптимальний розвиток рослин in vitro за 25-30-добовий цикл культивування, що сприяв успішній адаптації до умов довкілля. Частка адаптованих рослин гібриду Betula ex vitro на агроперлітовому субстраті становила понад 60 % на 30-добу. Значну приживлюваність рослин (понад 80 %) одержано за умов попереднього витримування кореневої системи рослин у розчині ауксинів (1,0 мг∙л-1IAA, 1,0 мг∙л-1 NAA, 1,0 мг∙л-1 IBA) упродовж 25-30 хв із наступним щоденним обприскуванням листків 20 % гліцерином упродовж 15-20 діб. Адаптовані рослини мали типову пігментацію без ознак хлорозу та вітрифікації. Навесні приживлюваність рослин в умовах довкілля становила понад 80 % і свідчила про високий рівень пристосованості після in vitro. Розроблений протокол адаптації гібриду Betula ex vitro дозволяє одержувати високу приживлюваність рослин в умовах довкілля. Практичною цінністю дослідження є одержання адаптованих до умов довкілля рослин ex vitro, які в подальшому можуть використовувати для якісного збагачення асортименту штучних насаджень населених пунктів
Ключові слова
культура in vitro; береза; мікроклональне розмноження; субстрат; приживлюваність
[1] Capuana, M., Nissim, W.G., & Klein, D.J. (2022). Protocol for in vitro propagation of Salix acmophylla (Boiss.). studies on three ecotypes. Forests, 13(7), article number 1124. doi: 10.3390/f13071124 .
[2] Chmielarz, P., Kotlarski, S., Kalemba, E.M., Rodrigues Martins, J.P., & Michalak, M. (2023). Successful in vitro shoot multiplication of quercus robur l. Trees aged up to 800 years. Plants, 12(12), article number 2230. doi: 10.3390/ plants12122230.
[3] Chornobrov, O., Bilous, S., Chornobrov, O., & Manko, M. (2019). Peculiarities of morphogenesis of the endangered species of willow (Salix spp.) in vitro. Biologija, 65(1), 48-55. doi: 10.6001/biologija.v65i1.3986.
[4] Chornobrov, O.Yu., & Tkachova, O.E. (2020). In vivo adaptation of regenerant plants of Fragaria vesca L. cultivars. Plant Varieties Studying and Protection, “Biotechnology and Biosafety”, 16(3), 248-252. doi: 10.21498/25181017.16.3.2020.214925.
[5] Clark, D.P., & Pazdernik, N.J. (2015). Biotechnology (2nd ed.). London: Academic Cell.
[6] Convention on Biological Diversity. (1992). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/laws/show/995_030#Text.
[7] Dimitrova, N., Nacheva, L., Berova, M., & Kulpa, D. (2021). Biofertlizer lumbrical improves the growth and ex vitro acclimatization of micropropagated pear plants. Silva Balcanica, 22(1), 17-30. doi: 10.3897/silvabalcanica.22.e57661.
[8] Krivmane, B., Girgžde, E., Samsone, I., & Rungis D. (2023). Expression of juvenility related microRNAs and target genes during micropropagation of silver birch (Betula pendula Roth.). Plant Cell Tissue and Organ Culture, 152, 455-469. doi: 10.1007/s11240-022-02419-w.
[9] Kunakh, V.A. (2005). Biotechnology of medicinal plants. Genetic and physiological and biochemical bases. Kyiv: Logos.
[10] Kushnir, H.P., & Sarnatska, V.V. (2005). Microclonal Plant Reproduction: Theory and Practice. Kyiv: Naukova dumka.
[11] Martins, J.P.R., Wawrzyniak, M.K., LeyLópez, J.M., Kalemba, E.M., Mendes, M.M., & Chmielarz, P. (2022). Benzylaminopurine and kinetin modulations during in vitro propagation of Quercus robur (L.): An assessment of anatomical, biochemical, and physiological profiling of shoots. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 151(1), 149-164. doi: 10.1007/s11240-022-02339-9.
[12] Melnychuk, M.D., Novak, T.V., & Kunakh, V.A. (2003). Biotechnology of plants. Kyiv: PolihrafKonsaltynh.
[13] Murashige, T.A., & Skoog, F.A. (1962). Revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Plant Physiology, 15(3), 473-497. doi: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x.
[14] Park, S. (2021). Plant tissue culture: Techniques and experiments (4th ed.). Academic Press: Elsevier.
[15] Quorin, M., & Lepoivre, P. (1997). Improved media for in vitro culture of Prunus sp. Acta Horticulturae, 78, 437442. doi: 10.17660/ActaHortic.1977.78.54.
[16] Rathwell, R., Shukla, M.R., Jones, A., Maxwell, P., & Saxena, P.K. (2016). In vitro propagation of cherry birch (Betula lenta L.). Canadian Journal of Plant Science, 96(4), 571-578. doi: 10.1139/CJPS-2015-0331.
[17] Ribeiro, H., Ribeiro, A., Pires, R., Cruz, J., Cardoso, H., Barroso, J.M., & Peixe A. (2022). Ex Vitro rooting and simultaneous micrografting of the walnut hybrid rootstock ‘paradox’ (juglans hindsi × juglans regia) cl. ‘Vlach’. Agronomy, 12(3), article number 595. doi: 10.3390/agronomy12030595.
[18] Sharma, N., Kumar, N., James, J., Kalia, S., & Joshi, Sh. (2023). Strategies for successful acclimatization and hardening of in vitro regenerated plants: Challenges and innovations in micropropagation techniques. Plant Science Today, 10(SP2), 90-97. doi: 10.14719/pst.2376.
[19] Simola, L.K. (1985). Propagation of plantlets from leaf callus of Betula pendula F. Purpurea. Scientia Horticulturae, 26(1), 77-85. doi: 10.1016/ 0304-4238(85)90104-9.
[20] Slater, A., Scott, N., & Fowler, M. (2003). Plant Biotechnology. The genetic manipulation of plants. Oxford: Oxford University Press. doi: 10.1093/aob/mch186.
[21] Smith, R.H. (2012). Plant tissue culture: Techniques and experiments (3rd ed.). Burlington: Elsevier Science.
[22] Välimäki, S., Rusanen, M., Pecínková, D., Tikkinen, M., & Aronen, T. (2021). Cryopreservation and micropropagation methods for conservation of genetic resources of Ulmus laevis and Ulmus glabra. Forests, 12(8), article number 1121. doi: 10.3390/f12081121.
[23] Zeps, M., Kondratovičs, T., Grigžde, E., Jansons, Ā., Zeltiņš, P., Samsone, I., & Matisons, R. (2022). Plantlet anatomy of silver birch (betula pendula roth.) and hybrid aspen (populus tremuloides michx. × populus tremula L.) shows intraspecific reactions to illumination in vitro. Plants, 11(8), article number 1097. doi: 10.3390/plants11081097.